1. 培養基配制注意事項

植物組織培養最常用MS培養基，包含十幾種化合物。有些化合物相遇會發生化學反應產生沉淀，影響培養基的營養成分，所以MS培養基需要配制多種高倍母液。

配制母液時，尤其涉及大量元素的母液時，一定要等一種成分溶解之后，再緩慢的添加另一種成分；切記一鍋煮，即不能將各種化合物一齊添加進去。

2. 滅菌后培養基不凝膠或者凝膠偏軟

植物凝膠、瓊脂都對酸性條件敏感，pH 值低于5很難成膠或凝膠偏軟，切記高壓滅菌前調節培養基 pH 值（5.5 - 6.0）。植物凝膠對二價陽離子濃度有要求，也就是相對于 MS 培養基，1 / 2 MS 培養基中植物凝膠要適當增加用量。

另外滅菌后，倒出培養基前一定將培養基搖勻（帶防燙手套），因為瓊脂密度大底層含量高，容易造成培養基強度不均勻。

3. 水解酪蛋白有酸水解和酶水解之分，在使用過程中有無區別？

水解酪蛋白對胚狀體、不定芽的分化有良好的促進作用，通常用量在 500 mg/L，不管是酸解還是酶解，作用都是一樣的，酶解更有利于發揮其作用。

4. 怎么溶解組培常用植物激素？

IAA、IBA、GA、玉米素、多效唑等應先溶解于少量 95% 的乙醇中，再加水定容配制成母液。

如有結晶析出，可考慮用 1 / 10 體積的乙醇溶解后再定容；2，4 -D 易溶于堿性水溶液，可用少量 1mol/L 的 NaOH 溶液溶解后再慢慢加水定容；KT 和 6 -BA 先用少量的 HCL 溶解，再加水定容到一定的濃度。

5. 細胞分裂素使用濃度？

一般情況下在培養基中加入 0.1～10.0 mg/L 的細胞分裂素（6 -BA/KT/ZT)，多數用 1.0～2.0 mg/L，KT 濃度為 0.5～2 mg/L，濃度要根據實驗材料來調整。細胞分裂素可以單獨使用也可以與細胞生長素配合使用。

6. 哪些植物激素能高壓滅菌，哪些不能高壓滅菌？

IBA、NAA、6 -BA、2,4 -D 可高溫高壓滅菌。IAA、GA3、茉莉酸等不可高溫高壓滅菌，否則會分解失效，該類植物激素配制母液后需用 0.22 微孔濾膜過濾除菌，待培養基冷卻（50 - 60℃）后尚未凝膠前加入混勻。

7. 培養基的 pH 值會凝膠硬度有無影響？

有影響。

若將培養基 pH 值調的過高（大于 6），則培養基偏硬，增加接種的阻力，會對外植體造成損傷。

若將培養基 pH 值調的過低（小于 4.5），則培養基不能凝固，起不到固定外植體的作用。一般將培養基的 pH 調節至 5.5～6.0 為宜。

8. 滅菌過程是否影響培養基的 pH 值？

培養基中的蔗糖和激素在高溫滅菌過程中容易酸化，培養基 pH 值滅菌后會有所下降，滅菌前培養基的 pH 值偏低可能導致培養基不凝或偏軟。要求偏酸性的培養基可適當增加瓊脂或植物凝膠的用量。

9. 應用 75% 的酒精進行種子消毒的過程中需要注意哪些問題？

種子在消毒過程中使用 75% 的酒精應慎重，酒精滲透力極強，消毒時間過長會直接影響種子發芽率，所以建議消毒時間不應超過 1 min。

10. 原始繁殖材料的消毒

組培原始繁殖的外植體消毒，直接影響整個培養過程。

從室外采回來的外植體需進行消毒，首先用自來水沖洗外植體，沖洗時間可根據采集部位不同而定，一般在 5～15 分鐘即可；在超凈臺中進行藥劑的處理，常用的藥劑處理有 70% 的乙醇溶液、9% 的次氯酸鈉溶液和 0.1～0.2% 的升汞溶液，具體可根據實驗材料而定。應注意的是經升汞滅菌的外植體必須用無菌水沖洗 6～8 次。

11. 怎樣處理植物組織培養過程中出現的各種污染？

植物組織培養過程中的污染來源主要分為 3 種：真菌、細菌、組織培養過程中的污染源

在操作過程中，難免有菌落入培養基或植物材料上導致污染。不正確操作也會增加污染幾率。

預防措施：通風、保持室內空氣干燥、紫外殺菌等。污染物品和污染培養基不要在培養室近距離開瓶洗刷。

污染原因判斷：

（1）培養基污染

若污染菌類是零星分散在培養基中，可確定是人為引起的污染。比如：培養基滅菌不徹底，開瓶時間過長，滅菌后存放時間過長，高溫蒸汽滅菌器的溫度、壓力、時間沒有正確設，過濾滅菌過程中濾膜孔徑選擇，過濾滅菌器的滅菌處理，過濾滅菌操作等。這些均會影響培養基的滅菌效果。

措施：嚴格按照實驗要求，滅菌規程操作。

（2）外植體污染

若污染菌類是從材料周圍長起，且發生在 5 天以后，則說明是材料帶的內生菌?？赡苁墙臃N用具滅菌不徹底，接種時材料被污染；

若從培養基以下開始長菌，發生時間較早，且有從里向外的趨勢，則說明是切口引起的污染，原因可能是未剪去兩個切口或者雖剪去切口但是所用器具帶菌；或者是未及時發現污染苗，接種過程中引起交叉污染；

措施：取材時應仔細選擇，以減少污染的發生。

（3）操作環節污染

接種室是否清潔、干燥、密封，是否經常用紫外燈照射、甲醛熏蒸、70% 的酒精噴霧殺菌等；超凈工作臺擺放物品雜亂，長時間不換濾網，導致凈化能力降低；接種用具滅菌不徹底引起污染；操作不正確等。

措施：每次接種前半個小時，用 20% 的新潔爾擦洗室內設備、工作臺面，再用紫外燈照射 20 min，噴灑 70% 的乙醇進行消毒。除了培養基、接種材料、器具和用具保證無菌外，同時在接種時還需要嚴格進行無菌操作。

（1）真菌污染后，如果已形成孢子，則必須經高壓滅菌后扔掉；若是細菌污染，只要及時發現，將材料上部未感染菌的部分剪下轉接，材料仍可以用。

（2）用抗生素等殺菌藥劑處理。至今還未發現哪種抗生素能夠對各種菌都有效，并且常影響植物材料的正常生長分化。另一些藥劑，雖有的殺菌效果好，但往往容易引起鹽害，也無法利用。

12. 外植體的選擇

為了使接種后的誘導得以成功，選擇的外植體應該是幼嫩、處于生長旺盛時期的，選擇的外植體的體積不能過小，如若過小則會影響愈傷組織的形成，從而影響進一步的分化。因此，一般接種的外植體體積在 0.5～1.0 cm2 的范圍內即可。最適的為莖尖、帶芽、莖段，也可以利用葉子、子葉、根段、花器官組織等。

13. 植物莖段組織培養需要注意哪些問題

以莖段進行組織培養比較容易，一般取植物的嫩莖切段作為外植體，切成 0.5～1 cm 長的小段進行接種，保證每個莖段有一個芽點和一片葉子，將芽點部位以下垂直插入培養基凝膠中進行生根培養。

14. 外植體接種需要注意的操作事項

接種前首先進行滅菌消毒，接種所用的鑷子、解剖刀、剪刀等工具需要提前高溫高壓滅菌，提前 10 分鐘打開超凈工作臺，滅紫外 15～20 min，操作人員要用 75% 的酒精棉球擦手、工作臺和器皿，解剖刀和鑷子等隨時擦酒精灼燒，晾涼后備用。

在無菌培養皿或濾紙上切割外植體，接種到培養基表面，注意瓶口傾斜接近酒精燈火焰。

15. 組織培養中材料褐化現象

不同品種以及生理狀態引起的褐化狀態不同。培養基過高濃度的無機鹽及高水平細胞分裂素會使褐化現象加重。培養條件不當，例如光照過強、溫度過高、培養時間過長等，均可使多酚氧化酶的活性提高，從而加重外植體的褐變程度。

防治措施：

選擇合適的外植體：選擇生長處于旺盛的外植體，可以使褐變現象明顯減輕。

合適的培養條件：無機鹽成分、植物生長物質水平、適宜溫度、及時繼代培養均可以減輕材料的褐變現象。

使用抗氧化劑：在培養基中，使用半胱氨酸、抗壞血酸、PVP 等抗氧化劑能夠較為有效地避免或減輕很多外植體的褐變現象。另外使用 0.1%～0.5% 的活性炭對防止褐變也有較為明顯的效果。

連續轉移：對容易褐變的材料可間隔 12～24 小時的培養后，再轉移到新的培養基上，這樣經過連續處理 7～10 天后，褐變現象便會得到控制或大為減輕。

16. 材料玻璃化問題

植物材料不斷地進行離體繁殖時，有些培養物的嫩莖、葉片往往會呈半透明、水跡狀，這種現象通常稱為玻璃化。

玻璃化為試管苗的生理失調癥，試管苗生長緩慢、玻璃化的嫩莖不宜誘導生根，繁殖系數有所下降。當培養基上細胞分裂素水平較高時，容易出現玻璃化現象。

愈傷組織的玻璃化問題主要表現在培養過程中愈傷組織松散、脆易碎。葉子或是長出的愈傷一段時間后在其周圍出現水漬化，繼而影響整個培養基。

防治措施:

在培養基中添加少量聚乙烯醇、脫落酸等物質，降低培養基中細胞分裂素含量及含氮化合物的用量，選用低 NH4 +水平的 B5 培養基，都能夠在一定程度上減輕玻璃化的現象發生；

增加光照，對減輕試管苗玻璃化的現象有明顯的作用；在培養基中添加活性炭、馬鈴薯汁、間苯三酚等可有效的減輕和防止玻璃化。

17. 材料水浸狀、變色、壞死、莖斷面附近干枯

可能原因：表面殺菌劑過量，消毒時間過長，外植體選用不當（部位或時期）。

改進措施：調換其他殺菌劑或降低濃度，縮短消毒時間，試用其他部位，生長初期取材。

18. 材料長期培養幾乎無反應

可能原因：培養基不適合，生長素的選擇和用量不當，植物激素對生長發育和生理過程的調節作用，往往不是某一種植物激素的單獨效果；環境溫度不適宜。

改進措施：

更換培養基或調整培養基成分，尤其是調整鹽離子濃度；

調整激素的種類與配比，增加生長素用量，例如使用人工合成的生長素類似物 2，4 -D 等可有效促進細胞分裂和伸長，新器官的分化和形成；

調整培養溫度等環境條件。

19. 愈傷組織生長過旺疏松

可能原因：由于培養基中激素添加過量，培養室溫度偏高，礦物質等無機鹽含量不當等因素引起的。

改進措施：根據不同的品種、不同組織、不同器官，應適當減少激素用量，適當降低培養溫度，調整無機鹽（尤其是銨鹽）含量，適當提高瓊脂用量增加培養基硬度，避免愈傷組織生長過旺和疏松現象發生。

20. 愈傷組織生長緩慢太緊密

可能原因：細胞分裂素和生長素的用量過多，糖濃度過高。

改進措施：減少細胞分裂素用量，調整細胞分裂素與生長素比例，降低糖濃度。

21. 愈傷組織分化率低，畸形，分化出的芽多為葉狀芽或叢芽，芽生長困難，不易成苗。培養時間長時，再次愈傷組織化

可能原因：生長素用量偏高，溫度偏高。

改進措施：減少生長素用量，可以通過分化培養時在培養基中添加 GA3（濃度在 0.5～2 mg/L 之間）解決，并適當降低愈傷組織的培養溫度。

22. 叢生苗過于細弱，不適于生根或移栽

可能原因：細胞分裂素濃度過高或赤霉素使用不當，產生過多的不定芽；溫度過高，光照短，光強不足；不及時的轉移和分切，生長空間小。

改進措施：

減少細胞分裂素用量，免用赤霉素；

延長光照時間，增強光照；

及時轉接；

降低接種密度；

更換透氣的封口膜等。

23. 組織培養過程中出現黃化

可能原因：培養基中 Fe 的含量不足，各種礦質營養不均衡；培養環境通氣不良，瓶內有害氣體積累（乙烯、氨氣、甲醛）等會引起植物材料黃化脫落；激素配比不當；糖用量不足或長時間不轉移；pH 值變化過大；培養溫度不適；光照不足等。

改進措施：

改善組培條件，在配制培養基過程中檢查儀器設備是否準確；

降低組培苗的接種密度，及時轉接培養物；

使用透氣的封口膜改善瓶內通氣狀況；

適當調節 pH 值、激素配比和無機鹽濃度；

控制培養室內溫度，適當增加光照。

24. 植物組培培養基都有哪些？

MS 培養基：1962 年穆拉辛格和斯庫格為煙草細胞培養而設計，其中硝酸鹽的濃度高，適合植物原生質體、細胞和組織培養。

B5 培養基：1968 年甘伯爾格為大豆細胞培養而設計，銨的濃度低。適合木本植物的組織和細胞培養。

富鹽平衡培養基：是目前使用最廣泛的一類，特點是：無機鹽濃度高，微量元素種類齊全，濃度高；元素間比例適當，離子平衡性好，具有較強的緩沖能力、穩定性好、營養豐富，一般培養時無需再加入有機成分。

高硝態氮培養基：代表性培養基有 B5、N6、SH。特點是：硝酸鉀濃度高，氨態氮濃度低，含有較高濃度的硫胺素（VB1）。

中鹽培養基：大多是在 MS 培養基基礎上進行改良設計。特點是：大量元素無機鹽為 MS 的一半，微量元素種類減少、含量增高。維生素種類比 MS 增多，例如增加了生物素、葉酸等。

低鹽培養基：無機鹽、有機成分含量濃度低，多用作生根培養的培養基。

25. 木本植物（油料植物）組織培養中遇到再生苗無法生根時怎么辦？

一般常用的 1 / 2MS 或者 1 / 2WPM 基本能夠滿足。如果增殖用的都生產正常，到生根的時候出現落葉，只能通過排除法一樣樣分析。

首先看是不是培養溫度太高，使用瓶蓋后透氣性差，導致乙烯積累。其次，可以適當添加少量分裂素，或者更換生長素，以及多種生長素混合使用。

26. 培養基中添加糖類作為碳源物質，有何重要作用？

碳源為植物細胞提供能量來源，蔗糖較葡萄糖能更好地調節培養基內的滲透壓。微生物生長所需的碳源最常用的是葡萄糖。采用蔗糖作為培養基的碳源，可一定程度上減少微生物的污染。

生長素和蔗糖濃度決定愈傷組織中維管束的類型與數量。

27. 用于植物原生質體制備的材料，以及常用的滲透壓調節劑

用于植物原生質體的材料需要選取生長旺盛的細胞，幼嫩的組織。無菌試管苗的葉片、胚軸及子葉、花藥，以及愈傷組織（懸浮細胞）等。

常用的調節原生質體滲透壓的穩定劑主要有甘露醇、山梨醇、葡萄糖、蔗糖等。滲透壓濃度一般為 0.3～0.8 mol/L。

28. 組培苗移栽需要注意的問題

在移栽前打開三角瓶的封口膜，煉苗 3～5d 后取出小苗，用流水洗凈根部的培養基，然后移栽到盛有滅過菌的蛭石營養缽中過度一下，但要注意不可直接向營養缽中澆營養液（容易長菌），用透明的塑料薄膜罩住小苗 3～5d 后移栽到土里。

29. 光照強度多少 lux 是如何計算的

光照強度 = 光通量/單位面積。Lux 的換算比較抽象，一般以燭光為計算單位，現在所用的以電源發光的光源，記作國際燭光，即 25 瓦特的電燈其光強度等于 25 國際燭光。1 標準燭光 = 10.76 Lux。

30. LED 光源在植物組織培養中的選擇

光是植物生長中最重要的環境因子之一，并不是所有的光都有助于植物的光合作用。LED 光源 460nm 左右的藍光和 660nm 左右的紅光是植物最需要的光波，對植物的生長發育起著關鍵性的作用。

植物組織培養/微繁殖（micropropagation）大體上可以劃分為5個階段，這樣的階段劃分不僅是對組培流程的描述，也代表了需要對培養條件進行改變的關鍵節點。

零階段

母本的選擇和處理 ( Stage 0 Mother plant selection adn preparation)。在組培實驗開始前，必須慎重選擇母本材料。母本的品種/物種特性要典型，沒有任何病害跡象。需要考慮對母本材料進行一定處理，以降低stage 1 的外植體污染率。適當的環境條件或化學試劑處理有可能提升后續組培階段的生長、形態發生和增殖率，例如一定的高溫處理、細胞分裂素和/或赤霉素的噴施。對母本可能攜帶的細菌和病毒進行檢測是商業化植物組織培養的必要環節，但常常被忽略了。

第一階段 無菌培養體系的建立

（Stage ⅠEstablishing an aseptic culture)

本階段主要是建立起外植體的無菌培養體系。成功的標志是外植體沒有微生物污染，并且有一定的生長，例如莖尖的生長或愈傷組織的形成。本階段通常會有大量的外植體接種，經過短期培養應該將有污染出現的培養容器丟棄掉，不再繼續培養。本階段只要獲得目標數量的無污染，其表現生長的外植體即可，不需要100%的成功率。

第二階段 繁殖體的增殖

（Stage Ⅱ the production of suitable popagules)

本階段主要目標是擴增繁殖體的數量。例如，側芽的生長，不定芽的產生，體細胞胚的形成和微型儲藏器官（塊莖和鱗莖）的形成。本階段產生的繁殖體通常再次進入增殖循環中，以擴增到需要的數量。

第三階段 移栽前培養

（Stage Ⅲ Preparation for growth in the natural enviroment)

Stage Ⅱ產生的小苗或者芽（shoots）通常不具備在基質中自主生長的能力。在stage Ⅲ，需要通過一些培養措施使得這些小苗產生足夠的光合能力。有些植物需要在stageⅢ進行特殊處理以避免生長停滯或休眠。

生根培養是stage Ⅲ的重要工作。通常需要將芽轉入生根培養基中進行生根。有的情況下，在生根培養前，需要將芽培養到足夠的長度。為了降低成本，有很多實驗室會將未生根的芽轉出組培瓶外進行生根培養。

第四階段 移栽馴化

（Stage Ⅳ Transfer to the natural enviroment)

本階段為組培苗從組培瓶轉入溫室馴化培養。本階段至關重要，如果操作不當，會造成大量損失。主要的原因有兩個：

1. 組培苗容易失水死亡。組培苗通常在高濕度和低光強條件下培養，葉片表面的蠟質未形成。組培苗的氣孔在遇到濕度降低時可能不會閉合。以上原因會導致組培苗在移栽后迅速失水死亡。

2. 組培苗以蔗糖為碳源且處于低光強下，光合能力較弱。如果在移栽后短時間內不能形成光合能力，也會出現死亡。

通常組培苗從組培容器中取出后需要洗凈根上的瓊脂，轉入移栽基質中。在馴化早期，需要高濕度和低光強的條件，隨后逐漸減低濕度和增加光強，直到適應溫室環境。

植物組織培養的階段劃分最早是Murashige教授提出的三階段劃分（即stageⅠ，Ⅱ和Ⅲ），這一劃分方案也被廣泛的認同和采用。后續stage 0 和stage Ⅳ的增加使得這個體系更加完整。按照這個階段劃分去設計和優化組培方案，對實際工作是有幫助的。

植物組織培養的條件

1、植物組織培養的整個操作和培養過程都要求在嚴格無菌條件下進行，無菌是組織培養成功的首要條件。操作過程在接種室內超凈工作臺上進行；外植體材料要進行表面消毒；配制的培養基要進行高壓滅菌消毒。

2、溫度處理操作和培養過程都是在恒溫條件下進行，一般在23—27℃之間，熱帶植物可偏高些，脫毒植物需要高溫處理。

3、光照處理植物的器官必須有光，某些植物器官的生成是在無光條件下，但它的生長和發育必須有光。莖尖的生長及試管苗的繼代增殖以3000-5000lux光照強度適宜；生根試管苗以3000lux適宜。光質對愈傷組織誘導、增殖、器官的分化有不同的影響。光周期誘導一般是16h，黑暗是12h，對光周期敏感植物要掌握光照時間，否則影響植物的分化。

培養基的酸堿度因植物的種類不同而有區別，大多數植物要求在5.8之間，喜酸性培養的植物要求的酸堿度較嚴格。

組培應用前景

1．快速繁殖某些稀有植物或有較大經濟價值的植物，依靠自然條件在較短時間內繁殖稀有植物和經濟價值較高的植物，受到地理環境和季節的限制，很難達到快速、高效的目的；特別對于在短時期內需要達到一定數量，才能創造應有價值的植物，時間就是效益，只有通過組織培養的方法才能滿足這一要求。

用組織培養法繁殖植物，這是組織培養應用于生產的主要的和成效最大的實例。首先是在蘭花上的成功應用。自Morel在1960年得到蘭花組織培養苗后，很快應用于生產，形成了組織培養法繁殖蘭花工業。

由于組織培養法繁殖植物的明顯特點是快速，每年可以數以百萬倍速度繁殖，因此對一些繁殖系數低，不能用種子繁殖的名特優植物品種的繁殖，尤為意義重大。

2、脫毒 植物中有很多都帶有病毒，嚴重影響植物的產量和品質，給農業帶來災害。特別是無性繁殖植物，如馬鈴薯、草莓、大蒜、康乃馨等，由于病毒是通過維管束傳導的，因此利用這些植物營養器官繁殖，就會把病毒帶到新的植物個體上而發生病害。但是也證明感病植株并不是每個部位都帶有病毒，如莖尖生長點尚未分化成維管束的部分，可能不帶病毒。若利用組織培養法進行莖尖培養，再生的植株有可能不帶病毒，從而獲得脫病毒的苗，再用這種苗進行繁殖，則種植的植物就不會或極少發生病毒病。

所獲得的脫毒苗一定要經過鑒定，確認不帶病毒才能使用。使用組織培養法獲得脫毒苗已經在草莓、葡萄、康乃馨等獲得成功，產生明顯的經濟效應。

3、植物種質資源的保存、挽救瀕于滅絕的植物 長期以來人們想了很多方法來保存植物，如儲存果實，儲存種子，儲存塊根、塊莖、種球、鱗莖；用常溫、低溫、變溫、低氧、充惰性氣體等，這些方法在一定程度上收到了好的或比較好的效果，但仍存在許多問題。主要問題是付出的代價高，占的空間大，保存時間短，而且易受環境條件的限制。植物組織培養結合超低溫保存技術，可以給植物種質保存帶來一次大的飛躍。因為保存一個細胞就相當于保存一粒種子，但所占的空間僅為原來的幾萬分之一，而且在-193度的液氮中可以長時間保存，不像種子那樣需要年年更新或經常更新。

環境的不斷變化使許多種類的植物面臨著滅絕的危險，而且許多種植物已經滅絕，留給人類的只是一種遺憾。如何挽救這些植物，還有許許多多的動物，已成為世人關注的問題。實踐證明，通過組織培養的方法可以使一部分瀕危的植物種類得到延續和保存；如果在結合超低溫保存技術，就可以使這些植物得到較為永久性的保存。其實，對大多數普通植物來說，用組織培養的方法保存其種質材料，也具有十分重要的意義。因為，人們現在無法預知哪些植物會面臨滅頂之災，或許今天看似繁茂的植物，明天就可能被沙漠、洪水、大火或戰爭吞沒。

4、通過花藥和花粉培養獲得單倍體植株、縮短育種年限 通過花藥和花粉組織培養可以獲得單倍體植物，大大縮短了育種時間。使新品種的培育過程大大簡化

5、胚胎培養的應用 在遠源雜交中，雜交后形成的胚珠往往在未成熟狀態時，就停止生長，不能形成有生活力的種子，因而雜交不孕，這給遠緣雜交造成極大困難。十九世紀二十年代末，Laibach用胚培養技術培養亞麻種間雜種胚，第一個獲得了雜種植物，這一成功為在遠緣時克服雜交不親和的障礙提供了一項有用的技術。

這項技術發展至今，已經相當成熟，可以說多數植物的成熟或未成熟胚通過培養都可獲得成功。幼胚培養已經可使5個細胞大小的極幼齡的胚狀結構培養成植株。但胚珠培養的研究不多，單個胚珠培養尚存在許多問題，需作深化研究。

遠緣雜交中，由于生理上和遺傳上的障礙而不能雜交成功，可采用試管受精加以克服，即將母本胚珠離體培養，使異種花粉在胚珠上萌發受精，產生的雜種胚在試管中發育成完整植株。

用胚乳培養可獲得三倍體植株，為誘導形成三倍體植物開辟了一條新途徑。三倍體加倍后得到六倍體，可育成多倍體品種。

6、細胞融合通過原生質體融合，可部分克服有性雜交不親和性，而獲得體細胞雜種，從而創造新種或育成優良品種。

7、培養細胞突變體的應用 培養細胞處在不斷分生狀態，它就容易受培養條件和外加壓力（如射線、化學物質）的影響而產生突變，從中可以篩選出有用的突變體，從而育成新品種。目前用這種方法已經篩選到抗病、抗鹽、高蛋白、高產等突變體，有些已經用于生產。

8、用于遺傳學、分子生物學、細胞生物學、組織學、胚胎學、基因工程、生物工程等研究要揭開生命活動的秘密，需要多科學、多技術的相互配合，其中植物組織培養技術是不可缺少的，它為遺傳學、分子生物學、細胞生物學、生物工程等提供了一種有效、快速的方法。因為要揭示生命的奧秘，首先要研究單個基因的作用，研究它在細胞內是如何組裝的，如何與其它基因發生聯系，如何表達和調控等。分離單個基因，對它DNA進行測序，再對其中的某些堿基實行突變，然后還需要將基因送到受體細胞當中，看表達情況，以確定其功能。接受基因的受體細胞要產生再生植株，就需要通過組織培養的方法才能實現。

9、利用組織培養的材料作為植物生物反應器中國的中草藥是一份人類寶貴的財富，但很多種中草藥資源匱乏，產量不足，甚至瀕于滅絕。如果能利用組織和細胞培養的方法在實驗室內生產，不再依附于自然環境，不僅可以解決現有困難，而且可以通過篩選高產有效成分的細胞系，來提高其藥用價值。比如用培養的人參懸浮細胞，來生產人參皂苷，已在日本等國家形成規模。利用培養的植物細胞和組織細胞作為生物反應器，也可以生產某些蛋白質、氨基酸、抗生素、疫苗等，如用生食蔬菜生產乙肝疫苗正在實驗中。

10、用于其它未知科學的研究 現代科學發展非常迅速，很多現在預想不到的事情都有可能發生，新發明、新發現、新創造層出不窮，今天認為不可能的東西明天就可能變成現實。植物組織培養也同樣具有許多尚未發掘出的潛力，說不定有一天人們會在三角瓶內種出大南瓜。

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煉苗

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生姜的組織培養

對于腺肌癥的患者做試管前建議先打針再取卵，可以先在試管移植半年前使用曲普瑞林或者亮丙瑞林控制病情后，再用藥促排，然后取卵。患有腺肌癥的女性，子宮肌層的生長會收到影響，從而影響胚胎著床，導致試管移植失敗，所以說患有腺肌癥的女性在進行試管嬰兒的治療前，應該先進行腺肌癥的治療，改善子宮環境后再做試管嬰兒。

患有腺肌癥的女性子宮內膜基底層受到損傷，只能通過試管嬰兒來提高懷孕幾率，在做試管嬰兒都先應該進行腺肌癥的治療再進行試管嬰兒，下面是腺肌癥做試管嬰兒的流程：

1.前期檢查，全面進行身體檢查完全能夠讓醫生在短時間內更好的了解自己的身體狀況，同時在試管嬰兒成功率這一方面也會有一定的預估；

2.調理子宮內膜環境，在做試管嬰兒之前一般來說都會進行子宮內膜環境的調理，能達到在短時間內迅速提高卵子質量的目的，可以選擇先用打針控制病情，通常使用半年左右的曲普瑞林或者亮丙瑞林來改善子宮環境；

3.促排取卵，通常情況下為了獲得更多健康的卵子，能夠培養出更多的胚胎增加懷孕的機會，在促排卵之前，專家都會對身體指標進行檢測，接著就可以定制合適的促排卵方案，這樣的話就能夠獲得良好的促排卵；

4.胚胎分析，主要適用于三代試管，在胚胎植入之前要做遺傳學的篩查，在胚胎植入之后要做全面的診斷；

5.移植待產，通過基因篩查可以用更多的囊胚來進行移植，在移植之前醫生會把子宮內膜或者是激素全部都調理到指定的移植標準。